Senckenberg am Meer Wilhelmshaven

Deutsches Zentrum für Marine Biodiversitätsforschung

Lehrveranstaltung des Instituts für Biologie und Umweltswissenschaften der Carl von Ossietzky Universität Oldenburg:

Studienschwerpunkt: Marine Biodiversitätsforschung  

Bericht über das Vertiefungspraktikum
Systematik und Ökologie mariner Meiofauna 5.02.014

Thomas Glatzel/ Pedro Martínez Arbizu

2.-5. Mai 2006

Maike Kramer, Malte Holst, Rebecca Neumann

1. Einleitung

FS HeinckeEine Studie des Bundesamtes für Naturschutz (Rachor & Nehmer, 2003) hatte gezeigt, dass sich verschiedene Bereiche der Deutschen Bucht in Bezug auf die Sedimentbeschaffenheit und in Folge dessen auch in der Zusammensetzung der Makrofauna-Gemeinschaften unterscheiden, so dass eine darauf basierende Charakterisierung möglich ist.
Im Vertiefungspraktikum „Systematik und Ökologie mariner Meiofauna“ sollte untersucht werden, ob sich diese Unterschiede auch bei meiobenthonischen Lebensgemeinschaften nachweisen lassen. Uns Studierenden sollten durch das Vertiefungspraktikum die Methoden der Benthosforschung näher gebracht werden. Hierzu gehörten zum einen unterschiedliche Methoden zur Beprobung, zum anderen Methoden der Extraktion, Fixierung und mikroskopischen Untersuchung von Meiofauna.
Die Leitung des Vertiefungspraktikums hatte Prof. Dr. Pedro Martínez Arbizu (AG Marine Biodiversitätsforschung) gemeinsam mit Dr. Thomas Glatzel (AG Zoosystematik und Morphologie). Das Vertiefungspraktikum wurde innerhalb des Schwerpunktes „Marine Biodiversität“ für Studierende der Studiengänge „Diplom-Biologie“ und „Marine Umweltwissenschaften“ angeboten. Die Teilnehmer waren Christina Folkers, Malte Holst, Maike Kramer, Rebecca Neumann und Jan Zimmermann.

2. Was ist eigentlich Meiofauna? Der Begriff „Meiofauna“ umfasst traditionell sehr kleine, im Sandlückensystem lebende Organismen. Es handelt sich um Metazoa aus verschiedenen Tiergruppen mit einer Größe von etwa 42 µm bis 1 mm. Diese Größenzuordnung variiert in der Literatur jedoch sehr. Einige Meiofauna-Taxa umfassen zudem auch Vertreter, die den angegebenen Größenbereich überschreiten (z.B. die Nematoda).

3. Fahrtbeschreibung
Die Ausfahrt wurde mit dem deutschen Forschungsschiff „Heincke“ durchgeführt. Dank guter Wetterverhältnisse blieb uns eine rauhe See erspart und die Probennahmen konnten wie geplant durchgeführt werden.
Für die Probennahmen wurden Stationen in der Deutschen Bucht ausgewählt, welche im Rahmen der oben genannten Makrofauna-Untersuchung bereits beprobt bzw. erfasst worden waren.
Die Fahrt begann in Bremerhaven und erste Anlaufstation war das Gebiet 1 (Tiefe Rinne vor Helgoland) (Abb. 1 a sowie Tab.1 im Anhang). Dieses Gebiet ist gekennzeichnet durch Grobsand und bekannt für die Lanzettfischchen (Abb. 1 b) (Branchiostoma lanceolatum). Als nächste Probennahmestationen folgten weiter nördlich das Gebiet 2 (Amrum Bank) mit sandigem Sediment und der Goniadella spisula-Gemeinschaft sowie Gebiet 3 (Tellina fabula, diese Gebiete sind nach den charakteristischen Makrofauna-Vertretern benannt) mit schlickigem Sediment. Die Gebiete 4 (Grobsand) und 5 (Schlick) lagen weiter westlich in der Deutschen Bucht. Im Anschluss nahm die Heincke Kurs auf das Gebiet 6 (Borkum Riffgrund), wo weitere drei Stationen beprobt wurden: Neben Sand und Feinsand erfolgte eine Probennahme in einem Bereich, in dem Kies den Hauptanteil des Bodenmaterials bildete. Bis auf die letzte Beprobung im Kies konnten an allen Stationen mittels eines Mutlicorers (MUC, Abb. 2) Sedimentproben vom Meeresboden genommen werden. Für gröberes Material wurde ein Van-Veen-Greifer (Abb. 4a und 4b) verwendet.

   Fahrtroute









Abb. 1 a: Fahrtroute und Stationen
der Ausfahrt HE 248 (2.-4. Mai 2006)

Branchiostoma lanceolatum

 

 





Abb. 1 b:
Branchiostoma lanceolatum

   

4. Probennahme und Arbeitsgeräte
Für die Probennahme wurden im Vertiefungspraktikum zwei unterschiedliche Geräte verwendet, der Multicorer und der Van Veen Greifer.

Multicorer
Der Multicorer (genannt MUC, Abb. 2) ist ein Metallgestell, in das 12 Plexiglasröhren (9,5 cm Innendurchmesser) eingeklinkt werden können (Abb. 2 f). Die Probennahme verläuft wie folgt:
1. Der MUC wird an einem Stahlseil befestigt, mit Hilfe eines Krans über die Bordwand gehievt und mit etwa 1m/s gefahren (Abb. 2b-d) und dringt dann in den Meeresboden ein. Sobald der Einholvorgang beginnt (Abb. 2 e), werden die Röhren mit einem Klapp-Mechanismus geschlossen, was ein Auslaufen der Proben verhindert. Diese können neben dem ungestörten Sediment einen Überstand aus Meerwasser enthalten (Abb. 3a und 3b).
2. Die Röhren werden an Bord manuell entnommen und bis zur weiteren Verarbeitung mit Stopfen aus Kunststoff beidseitig verschlossen (Abb. 3b).
3. Der Überstand wird über ein Sieb (40 µm) abgegossen, um die darin befindlichen Organismen aufzufangen.
4. Die Organismen werden sorgfältig mit filtriertem Meerwasser aus dem Sieb in einen Kautex-Behälter gespült (Abb. 3c).
5. Die Röhren werden auf einem Stempel plaziert, mit dem der Sedimentkern nach oben um 5 cm aus der Röhre geschoben wird. Diese obere Schicht des Sediments wird mit Hilfe einer Schaufel entnommen (Abb. 3a, 3d-f) und über einen Trichter mit filtriertem Meerwasser in einen Kautex-Behälter gespült.
Da Meiofauna überwiegend in den oberen 5 cm des Sediments vorkommt, erhält man so eine repräsentative Probe. Der große Vorteil des MUC besteht in der Möglichkeit der quantitativen Beprobung und des Erhalts eines ungestörten Sedimentkerns.

 Abb. 2 a Multicorer
Abb. 2 a Multicorer
 Abb. 2 b Multicorer
Abb. 2 b Multicorer
 
 Abb. 2 d Multicorer
Abb. 2 c Multicorer
 Abb. 2 c Multicorer
Abb. 2 d Multicorer
 
MUC einholen
Abb. 2 e
Multicorer
 Abb. 2 f Multicorer
Abb. 2 f Multicorer
 

Abb. 2: Probennahme mit dem Multicorer (MUC):
a) Der MUC vor der Probennahme an Deck der FS Heincke. b) Der MUC wird mit einem Kran über die Reling gehievt  c) und d) gefahren. e) Unbearbeitete Sedimentproben .

 Abb. 3 a
Abb. 3 a
 Abb. 3 b
Abb. 3 b
 Abb. 3 c
Abb. 3 c
 Abb. 3 d
Abb. 3 d
 Abb. 3 e
Abb. 3 e
 Abb. 3 f
Abb. 3 f

Abb. 3: Verarbeitung der Proben, die mit dem Multicorer (MUC) genommen wurden:
Die Sedimentkerne werden vorsichtig aus dem MUC genommen, b) mit Stopfen versehen. c) Das überstehende Wasser wird durch ein Sieb abgegossen und der Rückstand aus dem Sieb in einen Kautex-Behälter überführt. d) Die Sedimentkerne werden auf einen Stempel gebracht und e) in der Röhre nach oben geschoben. a und f) Die oberen fünf Zentimeter, die die Organismen enthalten, werden abgetrennt und in eine Kautexdose transferiert.

VanVeen Greifer
Der Van Veen Greifer (Abb. 4a) ist insbesondere zur Beprobung groben Sediments (schillhaltiger Sand, Kies) geeignet, kann aber auch im Schlick eingesetzt werden. Anders als beim MUC können keine ungestörten Sedimentkerne genommen werden, und eine quantitative Probennahme ist so nicht möglich. Der Greifer schließt sich automatisch beim Anhieven. Die Probe wird auf ein Rost gegeben und in einer darunter stehenden Wanne aufgefangen (Abb. 4b).

 Abb. 4 a
Abb. 4 a
 Van Veen Greifer
Abb. 4 b
   

Abb. 4 a) Probennahme mit dem Van Veen Greifer und b) Verarbeitung der Probe.

5. Extraktion
Eine Schwierigkeit bei der Untersuchung benthonischer Meiofauna besteht darin, dass die Organismen zunächst vom Sediment getrennt werden müssen. Einige Organismen, die daran festhaften, sind besonders schwer zu isolieren, was zu einer Verzerrung des beobachteten Artenspektrums führen kann. Insbesondere für quantitative Untersuchungen ist eine möglichst vollständige Trennung der Tiere vom Sediment nötig.

Dekantieren
Am einfachsten kann Meiofauna aus den Proben durch Dekantieren isoliert werden. Hierfür werden die Kautex-Behälter mit den sedimenthaltigen Proben mit filtriertem Meerwasser aufgefüllt, geschüttelt, und nach Sedimentation wird das überstehende Wasser über einem 40 µm –Sieb abdekantiert; dieser Vorgang wird drei bis fünf Mal durchgeführt. Die verwendeten Proben können Lebendproben oder formolfixierte Proben sein (Abb. 6 a und b.). Die Methode ist zwar insbesondere bei grobem Sediment einfach durchführbar, ermöglicht jedoch meist keine quantitative Extraktion. Sie ist daher für quantitative Analysen schlecht geeignet, wohl aber zur Isolierung von Organismen für Lebendbeobachtungen, Hälterung und nicht-quantitative Untersuchungen.
Während unserer Fahrt haben wir pro Station eine Probe dekantiert, um sie anschließend mit Alkohol zu konservieren. Des Weiteren haben wir Proben zur Beobachtung der lebenden Organismen an Bord dekantiert. Lebendkonzentrate aus dekantierten Proben wurden auch für spätere Hälterung und Züchtung der Organismen zum DZMB gebracht.

Zentrifugieren und Färben
Eine arbeitsaufwendige, aber zuverlässige Methode der Extraktion besteht in der Zentrifugation formolfixierter Proben. Normalerweise werden die Proben vor dem Zentrifugieren mit in Wasser gelöstem Bengalrosa über Nacht gefärbt, damit beim Sortieren die Organismen/organischen Partikel leichter zu finden sind. Zur Zentrifugation werden die Proben von Formol gereinigt. Das Wasser wird weitestgehend entfernt, und die Proben mit Levasil® und Kaolin versetzt zentrifugiert. Das Kaolin, ein Kaliumsilikat, bildet hierbei eine Schicht, die das Sediment vom Levasil® trennt. Im Levasil®, einer wässrigen kolloiddispersen Lösung von amorphen Siliciumdioxid-Kugeln (ø 5-75 nm), sammeln sich bei der Zentrifugation Organismen und Detritus. Der Levasil® -Überstand wird nach der Zentrifugation über ein 40 µm - Sieb gewaschen. Nach dreimaliger Wiederholung werden die Organismen aus dem Sieb mit Wasser gespült und in Alkohol in Kautex-Behälter überführt.

Uhlig-Verfahren
Uhlig-ApparaturDie Uhlig-Apparatur (Abb. 5) besteht aus Plastikröhren, in die eine Gaze gespannt ist und die in Ständern über filtriertem Meerwasser gefüllte Petrischalen platziert werden. Die Probe wird in die Röhren (auf die Gaze) gegeben und mit Eis aus filtriertem Meerwasser überschichtet. Das schmelzende Eis verursacht einen Temperatur- und Salinitätsgradienten, der die Meiofauna-Organismen dazu veranlasst, abwärts zu wandern und sich in den Petrischalen zu sammeln. Das Verfahren eignet sich insbesondere zur Extraktion solcher Meiofauna - Organismen, die durch klebrige Sekrete normalerweise fest ans Sediment gebunden sind. (Uhlig et al., 1973)
Die extrahierten Organismen können dann lebend beobachtet und isoliert oder direkt fixiert werden.

Abb. 5: Uhlig-Apparatur zur Extraktion von lebender Meiofauna aus der sedimenthaltigen Probe.

Weitere Verfahren
Marine Benthosproben können auch mit Süßwasser extrahiert werden. Durch den osmotischen Schock lösen sich hierbei die Organismen vom Sediment. Anschließend müssen die Organismen in gefiltertes Meerwasser wieder überführt werden.
Das Bubble & Blot - Verfahren nutzt aus, dass viele Meiofauna - Organismen aufgrund ihrer hydrophoben Oberflächen an Luftblasen haften bleiben. Wird Luft in die Probe geblasen, steigen diese Organismen mit den Luftblasen an die Wasseroberfläche, von wo sie abgeschöpft werden können.
Auch isotonische Lösungen von Magnesiumchlorid können zur Extraktion verwendet werden. Die Betäubung von Meiofauna - Organismen kann auch zur weiteren Bearbeitung sinnvoll sein.

6. Fixierung und Betäubung
Häufig ist die Bestimmung lebender Meiofauna - Organismen schwierig oder unmöglich, und bestimmte Untersuchungen können nur an fixierten oder betäubten Organismen durchgeführt werden. Oft wird die Fixierung mit Formol eingesetzt. Für spezielle Anwendungen, etwa für elektronenmikroskopische Untersuchungen, sind andere Fixantien, wie PAF (Pikrinsäure - Formaldehyd) und Glutaraldehyd, gebräuchlich. In einigen Fällen kann Betäubung, z.B. mit Magnesiumchlorid oder Kohlendioxid (Mineralwasser), angebracht sein.

Fixierung mit Formol
Formol (Formaldehyd, Methanal CH2O) ist ein Fixativ, mit dem komplette Proben (also nicht extrahierte Proben inklusive Sediment) fixiert werden können. Hierfür wird die Probe mit kakodylatgepuffertem Formol versetzt, so dass sich eine Endkonzentration von ca. 4 % ergibt (etwa 1 ml 35 %iges Formol auf 10 ml Probe). Anschließend wird die Probe gut geschüttelt. Formol hat den Vorteil, dass es preisgünstig, leicht handhabbar und universell einsetzbar ist. Ein Nachteil besteht allerdings darin, dass sich einige Meiofauna - Organismen bei Behandlung mit Formol zusammenziehen.
Während der Fahrt haben wir pro Station sieben Proben (darunter fünf Replikate aus den fünf MUC-Hols) mit Formol fixiert.

Konservierung mit Alkohol
Konservierung mit Alkohol (Ethanol CH3CH2OH) ist insbesondere dann angebracht, wenn molekularbiologisch Untersuchungen (z.B. DNA - Analysen) geplant sind. Da der Alkohol hierfür hoch konzentriert sein muss, werden die extrahierten Proben über einem 40 µm –Sieb mit Hilfe einer Spritzflasche mit reinem Ethanol gespült und dann in Kautex-Behälter überführt. Auch eine Konservierung einzelner Organismen mit Alkohol ist möglich. Die konservierten Proben sollten bis zur weiteren Verarbeitung kühl gelagert werden.
Bei unserer Ausfahrt wurde pro Station eine dekantierte Probe mit Alkohol für molekularbiologische Untersuchungen konserviert.

Fixierung mit PAF
PAF (Picric Acid Formaldehyde, Pikrinsäure-Formaldehyd) enthält als Wirkstoffe Pikrinsäure (2,4,6-Trinitrophenol, eine aromatische Säure) und Paraformaldehyd (CH2O), gepuffert mit Kakodylat. Es wird zur Fixierung einzelner Organismen angewendet. Da mit PAF fixierte Organismen leicht zu entwässern sind, wird das Fixativ insbesondere dann angewendet, wenn rasterelektronenmikroskopische Untersuchungen geplant sind. Ein weiterer Vorteil von PAF besteht darin, dass auch ungepanzerte Organismen (z.B. Rotifera und Turbellaria) bei Kontakt mit dem Fixativ in der Regel ihre Form behalten.

Fixierung mit Glutaraldehyd
Glutaraldehyd (1,5-Pentandial CHO(CH2)3CHO) wird, wie PAF, zur Fixierung einzelner Organismen angewendet. Es wird insbesondere dann verwendet, wenn Ultradünnschnitte für die Transmissionselektronenmikroskopie oder Semidünnschnitte für lichtmikroskopische Untersuchungen hergestellt werden sollen.

Betäubung mit Magnesiumchlorid
Mit Magnesiumchlorid (MgCl2) ist eine vorübergehende Betäubung der Meiofauna möglich, was die Beobachtung und Bestimmung erleichtert. In einigen Fällen kann auch eine Betäubung vor Fixierung günstig sein, um ein Zusammenziehen der Organismen zu verhindern. Alternativ zu Magnesiumchlorid kann auch Kohlendioxid (CO2) zur Betäubung verwendet werden (insbesondere bei limnischen Organismen zur Vermeidung von osmotischem Stress).

7. Organismen
In diesem Vertiefungspraktikum konnten wir an Bord sowie anschließend im Labor des DZBM die meisten Meiofaunagruppen studieren.
Auffällig war der Unterschied in der Artenzusammensetzung zwischen den Sand- und Schlickproben. Im Sand wurde eine größere Artenvielfalt gefunden, vor allem das Taxon Gastrotricha im Grobsand. Im Schlick wurden vorwiegend Nematoda und Kinorhyncha gefunden.

Copepoda
Die Copepoda (Ruderfußkrebse) gehören dem Taxon der Crustacea (Krebstiere) an. Wie alle Crustacea sind sie segmentiert und tragen zahlreiche Gliedmaßen: zwei Paar Antennen (Antennula und Antenna), vier Paar Mundwerkzeuge (Mandibeln, Maxillen und zwei Paar Maxillipeden) sowie fünf Paar Peraeopoden (Ruderfüße). Der Körper der Copepoda ist untergliedert in Prosom und Urosom (Huys et al 1996). Die Copepoda durchlaufen in ihrer Entwicklung fünf Larvalstadien (Nauplien) und fünf Copepodidstadien. Die Nauplien charakterisiert der rundliche Körper mit nur drei Paar unsegmentierten Gliedmaßen und dem Naupliusauge. Während der Copepodidstadien wird die Körpersegmentierung entwickelt und die Gliedmaßen vollständig ausgebildet und differenziert. Die Copepoda zählen zu dem artenreichsten marinen Taxon.
Harpacticoida (Abb. 6a) sind dadurch charakterisiert, dass die Unterteilung des Körpers in Prosom und Urosom weniger deutlich ist als bei Cyclopoida und Calanoida. Die Weibchen tragen während der Paarungszeit in der Regel einen Eiersack am Urosom. Die meisten Spezies der Harpacticoida zeigen eine benthonische Lebensweise und sind in der Regel „Grazer“, die ihre Nahrung vom Substrat mit den Mundwerkzeugen abkratzen. Sie ernähren sich vorwiegend von partikulärem organischem Material und Bakterien (Schmid & Schmid - Araya, 2002), aber auch von Algen, vor allen Diatomeen (McIntyre, 1969), und von Detritus. Die Harpacticoida zählen zu den wichtigsten Vertretern der Meiofauna. Viele Arten können in sehr verschiedenen benthonischen Habitaten gefunden werden (McIntyre, 1969).
Während des Vertiefungspraktikums konnten viele Arten dieses Taxons beobachtet werden. Harpacticoida waren in allen Sedimenttypen anzutreffen, vorwiegend jedoch in sandigen Sedimenten.
Cyclopoida (Abb. 6b) haben einen deutlich in Prosom und Urosom unterteilten Körper. Die Weibchen tragen während der Paarungszeit meist zwei Eiersäcke am Urosom. Cyclopoida ergreifen ihre Nahrung mit den Mandibeln (Schmid & Schmid - Araya, 2002). Cyclopoida treten im Sediment weniger häufig auf als Harpacticoida.
Im Vertiefungspraktikum wurden vereinzelt Cyclopoida in allen Sedimenttypen nachgewiesen.
Calanoida haben wie Cyclopoida eine klare Unterteilung des Körpers in Prosom und Urosom. Die Antennula sind deutlich länger als bei den zuvor beschriebenen Taxa. Die Anzahl und Anhaftungspunkt der Eiersäcke können variieren. Calanoida sind in der Regel planktonisch und sind Filtrierer (Schmid & Schmid - Araya, 2002). Benthonische Vertreter sind häufig Aasfresser (McIntyre, 1969).
In unseren Proben wurden vereinzelt planktonische Calanoida gefunden.

 Abb. 6 a
Abb. 6 a
 Abb. 6 b
Abb. 6 b

Abb.  6: Copepoda (Crustacea): a) Leptastacidae (Harpacticoida) und b) Metacyclopina sp. (Cyclopoida) von Gebiet 4.

Ostracoda
Ostracoda (Muschelkrebse) gehören zum Taxon der Crustacea. Ihr Körper ist vollständig in einen zweischaligen Carapax eingeschlossen; Antennen und Gliedmaßen dienen der Fortbewegung und können aus dem Carpax herausragen. Die meisten Arten der Ostracoda sind benthonisch, und viele interstitielle Arten sind beschrieben. Es kommen verschiedene Ernährungsweisen vor.
Während der Ausfahrt wurden Ostracoda in allen Sedimenttypen gefunden, wobei keine Präferenz für bestimmte Habitate festgestellt werden konnte.

Cumacea
Auch Cumacea gehören zu den Crustacea. Sie haben einen stark vergrößerten Carapax und ein sehr langes, schlankes Urosomen. Cumacea sind benthonisch und besitzen keine freien Larvenstadien. Die meisten Vertreter leben eingegraben im oberen Bereich des Sediments und sind bacterivore - detrivore „Grazer“ oder Filtrierer.
Während des Kurses wurden sie sowohl im sandigen Sediment (Gebiete 2 und 6) als auch im schlickigen Sediment (Gebiet 5) gefunden.

Acari
Acari (Milben) sind ein sehr artenreiches Taxon und gehören zu den Arachnida (Spinnentiere). Acari haben einen ovalen, zumeist gepanzerten Körper mit vier Laufbeinpaaren, von denen das erste und das vierte länger sind als die mittleren. Es kommt carnivore, phytophage und mycophage Ernährungsweise vor. Benthonische Vertreter der Acari kommen vorwiegend in feinem Sediment vor (Gerecke et al., 2005).
Während der Ausfahrt wurden Acari an allen Stationen beobachtet.

Nematoda
Nematoda (Fadenwürmer) gehören zum Taxon der Nemathelminthes (Rundwürmer). Der Körper ist wurmförmig, sehr lang und dünn und unsegmentiert. Das Vorderende ist im Vergleich zum spitz zulaufenden Hinterende rundlich. Bei den verschiedenen Arten treten unterschiedliche Ernährungsweisen auf (Traunspurger, 2002): Bakterien, Diatomeen und andere Algen zählen zu den Hauptnahrungsquellen (McIntyre, 1969; Higgins & Thiel, 1988; Schmid & Schmid - Araya, 2002); prädatorische Vertreter ernähren sich von Oligochaeta, anderen Nematoda und Ciliata (Schmid & Schmid - Araya, 2002); daneben gibt es detrivore Arten. Sowohl in Bezug auf Artenzahl als auch auf Abundanz sind die Nematoda häufig führend unter den Metazoa. Sie zählen, wie auch die Harpacticoida, zu den häufigsten und wichtigsten Vertretern der Meiofauna und kommen in allen Sedimenttypen vor.
Auch im Vertiefungspraktikum wurden Nematoda in allen Proben beobachtet. In schlickigen Sedimenten waren die Abundanzen höher als in sandigen.

Kinorhyncha
Kinorhyncha (Hakenrüssler, Abb. 7a und b) gehören ebenfalls dem Taxon der Nemathelminthes an. Der gepanzerte Körper ist zylindrisch und in elf Zonite untergliedert. Der Kopf ist mit in konzentrischen Ringen angeordneten Haken und Stacheln besetzt und kann bis ins erste Zonit eingezogen werden. Diatomeen zählen zur Hauptnahrung. Kinorrhyncha sind typische Vertreter weicher Ablagerungen (McIntyre, 1969).
Auch während des Kurses wurden Kinorhyncha hauptsächlich im schlickigen Sediment gefunden.

 Abb. 7 a
Abb. 7 a
 Abb. 7 b
Abb. 7 b
 

Abb. 7a und b: Kinorhyncha (Nemathelminthes): Pycnophyes calmani.

Gastrotricha
Auch Gastrotricha (Bauchhärlinge, Abb. 8a bis e) sind ein Taxon der Nemathelminthes. Der behaarte Körper ist wurmförmig, relativ kurz und dick mit einer schmaleren Halspartie. Zahlreiche Haftröhren, aus denen ein klebriges Sekret zur Anheftung ans Sediment abgesondert wird, sind über den ganzen Körper verteilt. Bakterien stellen eine wichtige Nahrungsquelle dar (Schmid & Schmid - Araya 2002).
Im Laufe der Fahrt wurden Gastrotricha hauptsächlich im Grobsand und Schill gefunden.

 
 Abb. 8 a
Abb. 8 a
 Abb. 8 b
Abb. 8 b
 Abb. 8 c
Abb. 8 c
 Abb. 8 d
Abb. 8 d
 Abb. 8 e
Abb. 8 e
 

Abb. 8: Gastrotricha (Nemathelminthes): a) Dactylopodola typhle (Vergrößerung 07x200bf, Gebiet 4), b) Dactylopodola typhle (Vergrößerung 01x400bf, Gebiet 4), c) Diplodasys sp. (Vergrößerung 03x400bf, Gebiet 6), d) Lepidodasys martini (Vergrößerung 04x200bf, Gebiet 4) und e) Paraturbanella sp. (Vergrößerung 02x200bf, Gebiet 4).

Turbellaria
Turbellaria (Strudelwürmer) gehören zu den Plathelminthes (Plattwürmer). Der wurmförmige Körper ist rund im Querschnitt oder dorsoventral abgeflacht. Die vorwiegend benthonisch lebenden Turbellaria sind meist prädatorisch mit anderen Meiofaunaorganismen als Beute (hauptsächlich Rotifera, daneben Oligochaeta, Nematoda, Crustacea und Protozoa; McIntyre, 1969; Higgins & Thiel, 1988; Schmid & Schmid - Araya, 2002). Einige Vertreter sind bacterivor (Schmid & Schmid - Araya, 2002), phytophag (McIntyre, 1969) oder detrivor. Benthonische Turbellaria können hohe Abundanzen erreichen.
Während des Vertiefungspraktikums wurden vereinzelt Turbellaria gefunden.

Sonstige
Namensgebend für die Rotifera (Rädertierchen) ist das Räderorgan; charakteristisch ist weiterhin der Fuß. Die meisten Arten sind phytophag, bacterivor oder detrivor ( Wallace und Ricci, 2002); prädatorische Vertreter ernähren sich hauptsächlich von Einzellern und anderen Rotifera. Neben planktonischen gibt es auch benthonische Vertreter. Während der Ausfahrt wurden jedoch lediglich bei Gebiet 2 ausschließlich planktonische Rotifera gefunden.
Zu den Echinodermata (Stachelhäuter) zählen die Asteroidea (Seesterne), Echinoidea (Seeigel), Ophiuroidea (Schlangensterne) und Holothuroidea (Seegurken). Alle Echinodermata weisen eine merobenthonische Lebensweise mit planktonischen Larvalstadien auf. In den Meiofaunaproben wurden während des Vertiefungspraktikums neben juvenilen Ophiuroidea (Gebiet 5) auch verschiedene Larven gefunden.

VielborsterPolychaeta (Vielborster) gehören zum Taxon der Annellida (Ringelwürmer). Der wurmförmige Körper ist segmentiert und mit zahlreichen Borsten besetzt. Traditionell werden die Polychaeta zur Macrofauna gezählt. Jedoch gibt es auch sehr kleine Vertreter, von denen einige während des Kurses beobachtet werden konnten.





Tardigrada (Bärtierchen) konnten, obwohl sie zu prominenten Vertretern der Meiofauna gehören, während des Kurses nicht beobachtet werden.

8. Fahrtteilnehmer
• Prof. Dr. Pedro Martínez Arbizu (AG Marine Biodiversitätsforschung und Forschungsinstitut Senckenberg / Deutsches Zentrum für Marine Biodiversitätsforschung)
• Dr. Thomas Glatzel (AG Biodiversität, Universität Oldenburg)
• Malte Holst (Student, Universität Oldenburg)
• Maike Kramer (Studentin, Universität Oldenburg)
• Rebecca Neumann (Studentin, Universität Oldenburg)
• Christina Folkers (Studentin, Universität Oldenburg)
• Jan Zimmermann (Student, Universität Oldenburg)
• Alexander Kieneke (Doktorand, Forschungsinstitut Senckenberg)
• Birgen Rothe (Doktorand, Universität Bielefeld)
• Björn M. von Reumont (Doktorand, Universität Bonn)
• Ole Riemann (Doktorand, Universität Oldenburg)

Danksagung
Das Praktikum hat großen Spaß gemacht, und wir haben dabei sehr viel gelernt.
Es war eine interessante Erfahrung, einige Tage auf einem Forschungsschiff zu verbringen und so einen Eindruck vom Leben und Arbeiten an Bord zu bekommen. Positiv war auch, dass wir sehr viele unterschiedliche Methoden kennenlernen konnten. Durch die unterschiedlichen Probennahmegebiete konnten wir zudem einen sehr umfassenden Eindruck von der Meiofauna bekommen und die meisten Taxa kennen lernen.
An alle Mitfahrer ein Dank für die gute Zusammenarbeit, wodurch die Stimmung an Bord immer sehr entspannt und angenehm gewesen ist (siehe Eintrag ins Gästebuch der Heincke). Besonders möchten wir Pedro und Thomas danken für die Organisation, die gute Betreuung sowie das Gelingen der Ausfahrt und des Praktikums.
Das Vertiefungspraktikum „Systematik und Ökologie mariner Meiofauna“ können wir anderen Studenten wärmstens empfehlen.

 

 Abb. 9 a
Abb. 9 a
 Abb. 9 b
Abb. 9 b
Abb. 9 a: Thomas, Pedro und  Abb. 9 b: der kleine MUC (v.l.) vor der untergehenden Sonne. 


Literatur

Gerecke, R., Stoch, F., Meisch, C. &  I. Schrankel, 2005: Die Fauna der Quellen und des hyporheischen Interstitials in Luxemburg. 
Unter  besonderer Berücksichtigung der Milben (Acari), Muschelkrebse (Ostracoda) und Ruderfusskrebse (Copepoda). Ferrantia 41. 

Higgins, R. P. & H. Thiel, 1988: Introduction to the study of meiofauna.

Huys, R. ,Gee, J. M., Moore, C. G., & R. Hamond, 1996: Marine and Brackish Water Harpacticoid Copepods, Part 1. Synopses of the British Fauna (New Series). The Linnean Society of London and The Estuarine and Coastal Sciences Association, The Dorset Press, Dorchester, No. 51, 352 S.

McIntyre, A. D., 1969:
Ecology of Marine Meiobenthos. Biol. Rev. 44, S. 245 - 290.

Münch, S. & L.S. Kossatz, 1997:
Systematische Einführung in die Baupläne der Wirbellosen und der Tunicaten. Vertebrate Lab, 49 S.

Rachor, E. & P. Nehmer, 2003:
Erfassung und Bewertung ökologisch wertvoller Lebensräume in der Nordsee. Abschlussbericht für das F & E-Vorhaben FKZ 899 85 310 (Bundesamt für Naturschutz). Alfred-Wegener-Institut für Polar- und Meeresforschung, Bremerhaven.

Schmid, P. E. & J. M. Schmid - Araya, 2002:
Trophic relationships in temporary and permanent freshwater meiofauna. In: Rundle SD, Robertson AL, Schmid-Araya JM (Hrsg.): Freshwater meiofauna. Biology and ecology. Backhuys Publishers, Leiden, 369 S.

Traunspurger, W., 2002
: Nematoda. In: Rundle SD, Robertson AL, Schmid - Araya JM (Hrsg.): Freshwater meiofauna. Biology and ecology. Backhuys Publishers, Leiden, 369 S.

Uhlig, G., Thiel, H. & J. S. Gray, 1973:
The quantitative separation of meiofauna. Helgoländer wissenschaftliche Meeresuntersuchungen, 11: S. 178-185.

Wallace, R. L. & C. Ricci, 2002: Rotifera. In: Rundle, S.D., Robertson, A.L. und J.M. Schmid-Araya (Hrsg.): Freshwater meiofauna. Biology and ecology. Backhuys Publishers, Leiden, 369 S.


Anhang

Tab. 1: Stationsprotokoll der Ausfahrt HE 248 (2.-4. Mai 2006).

Copyright:  Sämtliche Abbildungen, Grafiken, Tabellen und Texte sind urheberrechtlich geschützt. Eine Vervielfältigung, Verbreitung, Veränderung oder sonstige Nutzung, auch auszugsweise, ist Ihnen nicht gestattet und bedürfen vorheriger schriftlicher Zustimmung durch Pedro Martínez Arbizu (Forschungsinstitut Senckenberg) und Thomas Glatzel (Uni Oldenburg).

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