Moderne Infrastruktur für genetische, molekulare und bildgebende Analysen steht für die Wissenschaftler*innen des DZMB aber auch für externe Nutzer*innen und Kooperationspartner*innen zur Verfügung.
Die Charakterisierung der Meiofauna und der planktonischen Gemeinschaften der marinen Ökosysteme war aufgrund der Kleinheit der Individuen, der hohen Diversität der Gruppen und des Mangels an taxonomischen Spezialisten immer ein schwieriger und zeitaufwändiger Prozess. Die Anwendung von DNA-Barcoding in Verbindung mit modernen Sequenzierungstechniken (Next Generation Sequencing) stellt einen großen Fortschritt zur schnellen Einschätzung der Biodiversität dieser Organismen dar.
Diese Organismengruppen werden für die Überwachung der Gesundheit der Ökosysteme und die Bewertung der Auswirkungen menschlicher Aktivitäten immer wichtiger.
Unser Ziel ist es, schnelle Methoden zur Bewertung der biologischen Vielfalt zu entwickeln und zu testen. Diese sollen zum Verständnis der Veränderungen von Ökosystemen beitragen und gleichzeitig die Bearbeitungszeit und -kosten reduzieren. In unserem NGS-Lab, das mit einem Illumina MiSeq Sequenzierer ausgestattet ist, wenden wir Methoden des DNA-Metabarcodings und der eDNA für ganze Organismengemeinschaften an. Auf dem Gebiet des Metabarcodings arbeiten wir an der Optimierung der Verfahren zur DNA-Extraktion, der PCR und der Entwicklung von Bioinformatik-Pipelines zum Trimmen, Filtern und Analysieren der Illumina Reads und zur Zuordnung taxonomischer Identifikationen zu den mutmaßlichen OTUs (operational taxonomic units) oder Sequenzvarianten. In diesem Zusammenhang konzentriert sich unsere Forschung hauptsächlich auf die beiden häufig verwendeten Genfragmente mtDNA COI-Barcode und die hypervariable Region V1 & V2 der 18S rRNA, um die Diversität abzuschätzen und die Genauigkeit der Pipeline sowie die Fähigkeit dieser Marker zur Bewertung der Fauna zu untersuchen. Um eine bessere Identifizierung der Sequenzen zu erhalten, stellen wir unsere eigenen Referenzbibliotheken her, indem wir taxonomisch identifizierte Exemplare mit Hilfe des Sanger-Sequenzing mit einem Barcode versehen. Die genaue taxonomische Arbeit ist bei diesem Schritt, für den wir eng mit Spezialisten zusammenarbeiten, von entscheidender Bedeutung. Wir nutzen diese Bibliotheken in Kombination mit öffentlich zugänglichen NCBI-Repositorien.
Das Metabarcoding-Labor führt auch Analysen von Mikrobiomen durch, die mit Zielorganismen der Makro- und Megafauna wie Tiefseeschwämmen und Crustaceen assoziiert sind.
Zusätzlich verwenden wir restriktionsassoziierte DNA-Marker (in unserem Labor verwenden wir 2bRADs), um die genetische Konnektivität zwischen Populationen mariner Arten für verschiedene Projekte zu untersuchen.
Articles of Metabarcoding and NGS Laboratory
2024
100. Neufeld M., Meyn K, Kihara TC, Martinez Arbizu P., Kuhn T. (accepted) First record of the giant anemone, Relicanthus daphneae, at active hydrothermal vent fields in the Indian Ocean. Marine Biological Association of the United Kingdom
99. Bernot JP. Khodami S., Boyen J., De Troch M., Boxshall GA., Martínez Arbizu P. (accepted) Copepod phylogenomics supports Canuelloida as a valid order separate from Harpacticoida. Molecular Phylogenetics and Evolution
98. Kapshyna I., Veit-Köhler G., Hoffman L., Khodami S. (2024) Impact of a coastal protection measure on sandy-beach meiofauna at Ahrenshoop (Baltic Sea, Germany): results from metabarcoding and morphological approaches are similar. Journal of Metabarcoding and Metagenomics
97. Senckenberg Ocean Species Alliance, Brandt A., Chen C., Engel L., Esquete P., Horton T., Jazdzewska A., Johannsen N., Kaiser S., Kihara TC., Kniesz K., Knauber H., Landschoff J., Lörz AN., Machado FM., Martínez-Muñoz CA., Riehl T., Serpell-Stevens A., Sigwart JD., Tandberg AH., Tato R., Tsuda M., Vončina K., Watanabe HK., Wenz C., Williams JD. (accepted) Ocean Species Discoveries 1-12 – A primer for accelerating marine invertebrate taxonomy. Biodiversity Data Journal.
96. Stratmann T., Busch K., de Kluijver A., Kelly M., Mills S., Rossel S., Schupp PJ. (accepted). Nutrient fluxes, oxygen consumption and fatty acid composition from deep-water demo- and hexactinellid sponges from New Zealand. Deep-Sea Research 1 journal.
95. Bonthond G., Beermann J., Gutow L., Neumann A., Barboza F., Desiderato A., Fofonova V., Helber S., Khodami S., Kraan C., Neumann H., Rohde S., Schupp P. (2023). From microbial communities to regional biogeography: Unraveling patterns, determinants and the influence of bottom trawling in benthic microbiota
2023
94. Martinez Arbizu P., Khodami S., Bonk F., Schückel U. (submitted). Community metabarcoding is robust to sample device bias. A case study comparing Multicorer vs Van Veen Grab samples for monitoring marine meiofauna in the North Sea.
93. Eichsteller A., Martynov A., O’Hara TD., Christodoulou M., Korshunova T., Bribiesca-Contreras G., Martinez Arbizu P. (2023).Ophiotholia (Echinodermata: Ophiuroidea): A little-known deep-sea genus present in polymetallic nodule fields with the description of a new species. Frontiers in Marine Science. 10:1056282. doi: 10.3389/fmars.2023.1056282
92. Kaiser S., Christodoulou M., Janssen A., Kihara TC., Mohrbeck I., Pasotti F., Schnurr S., Vink A., Martinez Arbizu P. (2023). Diversity, distribution and composition of abyssal benthic Isopoda in a region proposed for deep-seafloor mining of polymetallic nodules: a synthesis. Marine. Biodiversity. 53, 30 (2023). https://doi.org/10.1007/s12526-023-01335-2
2022
91. ROSSEL, S., KAISER, P., BODE-DALBY, M., RENZ, J., LAAKMANN, S., AUEL, H., HAGEN, W., ARBIZU, P. M., & PETERS, J. (2022) Proteomic fingerprinting enables quantitative biodiversity assessments of species and ontogenetic stages in Calanus congeners (Copepoda, Crustacea) from the Arctic Ocean. Molecular Ecology Resources, n/a(n/a). https://doi.org/10.1111/1755-0998.13714
90. ROSSEL, S. et al (2022) Evaluating species richness using proteomic fingerprinting and DNA barcoding—a case study on meiobenthic copepods from the Clarion Clipperton Fracture Zone, Marine Biodiversity 52(6), https://doi.org/10.1007/s12526-022-01307-y
89. RALF, T., CHRISTODOULOU, M., POGONOSKI, J., WEDDEHAGE, T., VINK, A., MARTINEZ ARBIZU, P. (2022) An application of morphological analysis and DNA barcoding to identify Ipnops from the Clarion-Clipperton Zone (CCZ) as I. meadi Nielsen, 1966 with notes on other species of the genus (Aulopiformes: Ipnopidae), Marine Biodiversity volume 52, Article number: 68
88. HOFFMAN, L., KNIESZ K., MARTINEZ ARBIZU, P., KIHARA T.C. (2022) Abyssal vent field habitats along plate margins in the Central Indian Ocean yield new species in the genus Anatoma (Vetigastropoda: Anatomidae) European Journal of Taxonomy, DOI:10.5852/ejt.2022.826.1841
87. REÑÉ, A., TIMONEDA, N., KHODAMI, S., LÓPEZ-GARCÍA, P., MARTÍNEZ ARBIZU, P., HOPPENRATH, M. (Submitted) Morphological and molecular characterization of sand-dwelling dinoflagellate communities from contrasting German Wadden Sea locations.
86. ROSSEL, S., KAISER, P., BODE-DALBY, M., RENZ, J., LAAKMANN,S., AUEL, H., HAGEN, W., MARTÍNEZ ARBIZU, P., PETERS, J. (2022) Proteomic fingerprinting enables quantitative biodiversity assessments of species and ontogenetic stages in Calanus congeners (Copepoda, Crustacea) from the Arctic Ocean. Molecular Ecology Resources – Volume23, Issue2, https://doi.org/10.1111/1755-0998.13714
85. CHRISTODOULOU, M., GRAVE, S., VINK, A., MARTINEZ ARBIZU, P.(2022) Taxonomic assessment of deep-sea decapod crustaceans collected from polymetallic nodule fields of the East Pacific Ocean using an integrative approach, Marine Biodiversity 52, Article number 61, DOI:10.1007/s12526-022-01284-2
84. KNIESZ K., JAZDZEWSKA A., MARTINEZ ARBIZU, P., KIHARA T.C. (accepted). Recent and Emerging Innovations in Deep-Sea Taxonomy to Enhance Biodiversity Assessment and Conservation (Frontiers in Marine Sciences)
83. KORFHAGE, S., ROSSEL, S., BRIX, S., MCFADDEN, C.S., MARTÍNEZ ABIZU, P.(2022) Species delimitation of Hexacorallia and Octocorallia around Iceland using nuclear and mitochondrial DNA and proteome fingerprinting, Frontiers in Marine Science, Sec. Deep-Sea Environments and Ecology, https://doi.org/10.3389/fmars.2022.838201
82. SÁNCHEZ, N., GONZÁLEZ CASARRUBIOS, A., CEPEDA, D., KHODAMI, S., PARDOS, F., VINK, A., MARTINEZ ARBIZU, P. (2022). Diversity and distribution of Kinorhyncha in abyssal polymetallic nodule areas of the Clarion-Clipperton Fracture Zone and the Peru Basin, East Pacific Ocean, with the description of three new species and notes on their intraspecific variation. Marine Biodiversity. https://link.springer.com/article/10.1007/s12526-022-01279-z
81. PAULUS, E., BRIX, E., SIEBERT, A., MARTINEZ ARBIZU, P., ROSSEL, S., PETERS, J., SVAVARSSON, J., SCHWENTNER, M. (2022) A complex pattern of recent speciation and hybridization in a deep-sea benthic isopod species-complex around Iceland revealed by DNA barcoding, ddRAD and proteomics. Molecular Ecology 31:313-330, https://doi.org/10.1111/mec.16234
2021
80. JAZDZEWSKA A., HORTON T., HENDRYCKS E., MAMOS T., DRISKELL A., BRIX S., MARTINEZ ARBIZU, P. (2021). Pandora’s box in the deep sea –intraspecific diversity patterns and distribution of two congeneric scavenging amphipods. Frontiers in Marine Science, Sec. Deep-Sea Environments and Ecology, https://doi.org/10.3389/fmars.2021.750180
79. RENZ, J., MARKHASEVA, E.L., LAAKMANN, S., ROSSEL, S., MARTINEZ ARBIZU P., PETERS, J. (2021) Molecular Ecology Resources; Proteomic fingerprinting facilitates biodiversity assessments in understudied ecosystems: a case study on integrated taxonomy of deep sea copepods. Molecular Ecology Resources – Volume 21, Issue 6, https://doi.org/10.1111/1755-0998.13405
78. DEMIDOW, O., KIHARA, T.C., MARTÍNEZ ARBIZU P., CLARK P.F. (2021) The megalopal stage of the hydrothermal vent crab Austinograea rodriguezensis Tsuchida & Hashimoto, 2002 (Decapoda: Bythograeidae): a morphological description based on CLSM images. Zootaxa 5040(3):365-387, https://doi.org/10.11646/ZOOTAXA.5040.3.3
77. THIEL, R., KNEBELSBERGER, KIHARA, T., GERDES K. (2021) Description and DNA barcoding of a new eelpout Pachycara angeloi sp. nov. (Perciformes: Zoarcidae) from deep-sea hydrothermal vent fields in the Indian Ocean. Zootaxa 4980(1):99-112, https://doi.org/10.11646/zootaxa.4980.1.6
76. KAISER, S., KIHARA, T.C., BRIX, S., MOHRBECK, I., JANSSEN, A., JENNINGS, R. (2021) Species boundaries and phylogeographic patterns in new species of Nannoniscus (Janiroidea: Nannoniscidae) from the equatorial Pacific nodule province inferred from mtDNA and morphology Zoological Journal of the Linnean Society. Zoological Journal of the Linnean Society 193(3), https://doi.org/10.1093/zoolinnean/zlaa174
75. DEGENHARDT, J., KHODAMI, S., MILKE, F., WASKA, H., ENGELEN, B., MARTINEZ ARBIZU, P.(2021). The Three Domains of Life Within the Discharge Area of a Shallow Subterranean Estuary at a High Energy Beach. Frontiers in Environmental Science. 9. 642098. 10.3389/fenvs.2021.642098.
74. MOHRBECK, I., HORTON, T., JAŻDŻEWSKA, A., MARTÍNEZ ARBIZU, P. (2021) DNA-barcoding and Cryptic Diversity of Deep-Sea Scavenging Amphipods in the Clarion-Clipperton Zone (Eastern Equatorial Pacific). Marine Biodiversity, 51, Article number: 26, https://doi.org/10.1007/s12526-021-01170-3
73. JAŻDŻEWSKA, A.M., BRANDT, A., MARTINEZ ARBIZU, P., VINK, A. (2021). Exploring the diversity of the deep sea – four new species of the amphipod genus Oedicerina described using morphological and molecular methods. Zoological Journal of the Linnean Society 194(1), https://doi.org/10.1093/zoolinnean/zlab032
2020
72. ROSSEL, S., BARCO, A., KLOPPMANN, M., MARTÍNEZ ARBIZU, P., HUWER, B., KNEBELSBERGER, T. (2020) Rapid species level identification of fish eggs by proteome fingerprinting using MALDi-TOF MS“.Journal of Proteomics https://doi.org/10.1016/j.jprot.2020.103993
71. BRIX, S., OSBORN, K.J., KAISER, S., TRUSKEY, S.B., SCHNURR, S.M., BRENKE, N., MALYUTINA, MARTINEZ ARBIZU, P. (2020) Adult life strategy affects distribution patterns in abyssal isopods – implications for conservation in Pacific nodule areas. Biogeosciences 17(23), DOI:10.5194/bg-17-6163-2020
69. JANINA RAHLFF, SAHAR KHODAMI, LISA VOSKUHL, MATTHEW P. HUMPHREYS, CHRISTIAN STOLLE, PEDRO MARTINEZ ARBIZU, MARIANA RIBAS-RIBAS. (Submitted 2020). Short-term responses to ocean acidification: effects on relative abundance of eukaryotic plankton from the tropical Timor Sea.
68. GEORG STEINERT, KATHRIN BUSCH, KRISTINA BAYER, SAHAR KODAMI, PEDRO MARTINEZ ARBIZU, MICHELLE KELLY, SADIE MILLS, DIRK ERPENBECK, MARTIN DOHRMANN, GERT WÖRHEIDE, UTE HENTSCHEL AND PETER J. SCHUPP. (2020). Compositional and Quantitative Insights Into Bacterial and Archaeal Communities of South Pacific Deep-Sea Sponges (Demospongiae and Hexactinellida). Frontiers in microbiology. doi: 10.3389/fmicb.2020.00716
67. CHRISTODOULOU M., O’HARA T., HUGALL A., KHODAMI S., RODRIGUES C.F., HILARIO A., VINK A., MARTINEZ ARBIZU P. (2020). Unexpected high abyssal ophiuroid diversity in polymetallic nodule fields of the northeast Pacific Ocean and implications for conservation. Biogeosciences, 17, 1–32. https://doi.org/10.5194/bg-17-1-2020
66. NANCY F. MERCADO-SALAS, SAHAR KHODAMI AND P. MARTÍNEZ ARBIZU. (submitted) Hitchhiking between bromeliads: a study based on copepods and ostracods from the Yucatan Peninsula, Mexico.
2019
65. ROSSEL, S, KHODAMI S. MARTINEZ P. (2019). Comparison of rapid biodiversity assessment of meiobenthos using MALDI-TOF MS and Metabarcoding”, DOI: 10.3389/fmars.2019.00659. Journal of Frontiers in Marine Science.
64. CHRISTODOULOU M., O’HARA T., HUGALL A.F., MARTINEZ ARBIZU P. (2019). Dark Ophiuroid Biodiversity in a Prospective Abyssal Mine Field. Current Biology 29, 1–4. https://doi.org/10.1016/j.cub.2019.09.012
63. ROSSEL, S. AND MARTÍNEZ ARBIZU, P. (2019) Revealing higher than expected diversity of Harpacticoida (Crustacea:Copepoda) in the North Sea using MALDI-TOF MS and molecular barcoding. Scientific Reports. DOI: 10.1038/s41598-019-45718-7
62. KHODAMI S., MERCADO-SALAS N.F., AND MARTÌNEZ ARBIZU P. (2020) Genus level molecular phylogeny of Aegisthidae Giesbrecht, 1893 (Copepoda: Harpacticoida) reveals morphological adaptation to deep sea and pelagic habitats. BMC Evolutionary Biology.
61. KHODAMI, S., MERCADO-SALAS, N.F., TANG, D., MARTINEZ ARBIZU,P. (2019) Molecular evidence for the retention of the Thaumatopsyllidae in the order Cyclopoida (Copepoda) and establishment of four suborders and two families within the Cyclopoida. Molecular Phylogenetics and Evolution, 138:43-52.
60. MERCADO-SALAS ET AL. (2018) Integrative taxonomy of the genus Mastigodiaptomus (Copepoda), description of a new species from the Yucatan Peninsula and comments on the genetic structure and distributional patterns of the genus in Mexico. Arthropod Systematics and Evolution
59. SABINE HOLST, ANNEKE HEINS, SILKE LAAKMANN.(2019). Morphological and molecular diagnostic species characters of Staurozoa (Cnidaria) collected on the coast of Helgoland (German Bight, North Sea). 10013/epic.4f95b184-bb12-44fe-943d-b0f989f1bf93
2018
58. CHRISTODOULOU M. & CRISTINA KIHARA T. (2018). Lectotype designation and distribution updates on the freshwater shrimp species Atyaephyra stankoi Karaman 1972. Zootaxa 4531 (1): 123–133. https://doi.org/10.11646/zootaxa.4531.1.7.
57. RENZ, J. , MARKHASEVA, E. L. AND LAAKMANN, S. (2018): The phylogeny of Ryocalanoidea (Copepoda, Calanoida)based on morphology and a multi-gene analysis with a description of new ryocalanoidean species , Zoological Journal of the Linnean Society, pp. 1-33 . doi: 10.1093/zoolinnean/zly069
56. LAAKMANN, S., MARKHASEVA, E.L., RENZ, J. Do molecular phylogenies unravel the relationships among the evolutionary young “Bradfordian” families (Copepoda; Calanoida)? Molecular Phylogenetics and Evolution –submitted
55. ROSSEL, S. & MARTINEZ ARBIZU, P. (2018) Effects of Sample Fixation on Specimen Identification in Biodiversity Assemblies Based on Proteomic Data (MALDI-TOF). Frontiers in Marine Science 5:149. DOI: 10.3389/fmars.2018.00149
54. MERCADO SALAS, N. F., KHODAMI, S & P. MARTINEZ ARBIZU (2018) Convergent evolution of mouthparts morphology between Siphonostomatoida and a new genus of deep-sea Aegisthidae Giesbrecht, 1893 (Copepoda Harpacticoida). Marine Biodiversity
53. BABETT GÜNTHER, THOMAS KNEBELSBERGER, HERMANN NEUMANN, SILKE LAAKMANN, AND PEDRO MARTINEZ ARBIZU „Metabarcoding of marine environmental DNA based on mitochondrial and nuclear genes“ [Paper #SREP-17-55965]
52. HOLST S, LAAKMANN S (submitted) First record of the stalked jellyfish Haliclystus tenuis Kishinouye, 1910 (Cnidaria: Staurozoa) in Atlantic waters. Marine Biodiversity
51. MERTENS, K.N., CARBONELL-MOORE, M.C., POSPELOVA, V., HEAD, M.J., HIGHFIELD, A., SCHROEDER, D., GU, H., ANDREE, K.B., FERNÁNDEZ, M., YAMAGUCHI, A., TAKANO, Y., MATSUOKA, K., NÉZAN, E., BILIEN, G., OKOLODKOV, Y., KOIKE, K., HOPPENRATH, M., PFAFF, M., PITCHER, G., AL-MUFTAH, A., ROCHON, A., LIM, P.T., LEAW, C.P., LIM, Z.F. & ELLEGAARD, M. (2018): The potentially toxic Pentaplacodinium saltonense gen. et sp. nov. (Dinophyceae), and its relationship to the cyst-defined Operculodinium psilatum and the yessotoxin-producing Protoceratium reticulatum. Harmful Algae 71: 57-77
2017
50. BRIX, S., LEESE, F., RIEHL, T., KIHARA, T.C. (2017). A new genus and new species of Desmosomatidae Sars, 1897 (Isopoda) from the east South-Atlantic abyss described by means of integrative taxonomy. Marine Biodiversity.
49. TILLMANN, U., HOPPENRATH, M., GOTTSCHLING, M., KUSBER, W.-H. & ELBRÄCHTER, M. (2017): Plate pattern clarification of the marine dinophyte Heterocapsa triquetra sensu Stein (Dinophyceae) collected at the Kiel Fjord (Germany). Journal of Phycology 53: 1305-1324.
48. LAAKMANN S, BOOS K, KNEBELSBERGER T, RAUPACH MJ, NEUMANN H (2017) Species identification of echinoderms from the North Sea by combining morphology and molecular data. Helgoland Marine Research 70: 18.
47. KIENEKE, A. & NIKOUKAR, H. (2017): Integrative morphological and molecular investigation of Turbanella hyalina Schultze, 1853.(Gastrotricha: Macrodasyida), including a redescription of the species. Zoologischer Anzeiger 267: 168-186.
46. KHODAMI, S.; MCARTHUR, J. V.; BLANCO-BERCIAL, L. & MARTÍNEZ ARBIZU, P. M. (2017): Molecular Phylogeny and Revision of Copepod Orders (Crustacea: Copepoda), SCIENTIFIC REPORTS 7.
45. HOPPENRATH M. , YUBUKI N. , STERN R. & LEANDER B.S. (2017): Ultrastructure and molecular phylogenetic position of a new marine sand-dwelling dinoflagellate from British Columbia, Canada: Pseudadenoides polypyrenoides sp. nov. (Dinophyceae). European Journal of Phycology 52(2): 208-224.
44. HOFMANN, T., KNEBELSBERGER, T. KLOPPMANN, M., ULLEWEIT, J., RAUPACH, M.J. (2017) Egg identification of three economical important fish species using DNA barcoding in comparison to a morphological determination. Journal of Applied Ichthyology 33(5): 925-932.
43. BODE, M., LAAKMANN, S., KAISER, P., HAGEN, W., AUEL, H., CORNILS, A. (2017) Unraveling diversity of deep-sea copepods using integrated morphological and molecular techniques. Journal of Plankton Research 1-18. DOI: 10.1093/plankt/fbx031.
2016
42. THIEL, R., KNEBELSBERGER, T. (2016) How reliably can northeast Atlantic sand lances of the genera Ammodytes and Hyperoplus be distinguished? A comparative application of morphological and molecular methods. ZooKeys (617): 139.
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37. MEISSNER, K., BICK, A., GÖTTING, M. (2016). Arctic Pholoe (Polychaeta, Pholoidae): when integrative taxonomy helps to sort out barcodes. Zoological Journal of the Linnean Society.
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2015
33. RAUPACH, M.J., BARCO, A., STEINKE, D., BEERMANN, J., LAAKMANN, S., MOHRBECK, I., NEUMANN, H., KIHARA, T.C., POINTNER, K., RADULOVICI, A., SEGELKEN-VOIGT, A., WESSE, C., KNEBELSBERGER, T. (2015) The application of DNA barcodes for the identification of marine crustaceans from the North Sea and adjacent regions. Public Library of Science ONE 10 (9): e0139421.
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Artidentifikation ist eine wesentliche Grundlage ökologischer und wissenschaftlicher Studien. Gleichzeitig ist sie zeitaufwändig und es ist ein hohes Maß taxonomischen Wissens notwendig. Mit Hilfe des Proteom Fingerprintings lassen sich Arten auch ohne jahrelang gesammelte Expertise schnell, günstig und verlässlich identifizieren. In unserem Labor arbeiten wir für die Ermittlung des Proteinfingerabdrucks mit der MALDI-TOF Massenspektrometrie.
MALDI-TOF MS steht für Matrix Assissted Laser Desorption/Ionization Time Of Flight Mass Spectrometry. Bei dieser Methode werden die zu analysierenden Stoffe in eine Matrix eingebettet und mit einem Laser ionisiert. Dadurch werden sie aus der Matrix gelöst, durch ein elektromagnetisches Feld je nach Größe unterschiedlich schnell beschleunigt und am Ende von einem Detektor gemessen. Dies ermöglicht die Messung von Makromolekülen wie Peptide und Proteine, ohne dass diese durch die Strahlung zerstört werden. Die Gesamtheit der gemessenen Peptide und Proteine ergibt dann den Protein-Fingerabdruck. Im Bereich der Mikrobiologie ist das Messen des Protein-Fingerabdrucks bereits seit Langem eine Standardmethode zur Identifikation verschiedener Arten von Bakterien, Pilzen und Viren. In den letzten Jahren hat diese Methode auch Anwendung zur Identifikation von Tieren gefunden.
In unserer Sektion arbeiten wir daran diese Methode für die Anwendung in der Biodiversitätsforschung vorzubereiten. Dafür testen wir diese Methode zunächst an verschiedenen Tiergruppen. Darüber hinaus erarbeiten wir Arbeitsabläufe, die das schnelle Analysieren von MALDI-TOF MS Daten ermöglichen. Insbesondere in Gemeinschaftsanalysen ist es die morphologische Identifikation vieler Individuen, die einen großen Teil der Zeit in Anspruch nimmt. Mit der MALDI-TOF Massenspektrometrie soll diese Zeit deutlich verkürzt werden, da im Vergleich zu anderen Methoden wie dem COI Barcoding nur wenige Präparationsschritte von Nöten sind. Neben dem zeitlichen Vorteil, entstehen bei der MALDI-TOF Massenspektrometrie auch deutlich geringere Kosten, wodurch sie gerade bei großen Indivduenzahlen attraktiv ist. Dadurch bietet sich diese Technik besonders zur Anwendung im Bereich der Meiofaunaforschung sowie der Analyse von Plankton-Lebensgemeinschaften und Zeitreihen an. Darüber hinaus konnten wir auch schon kryptische Arten, also Arten die morphologisch nicht zu unterscheiden sind, identifizieren. Damit ist die Methode auch im Bereich Makro- und Megafauna durchaus interessant und kann zur Unterstützung bei morphologisch schwer zu identifizierenden Arten herangezogen werden, ohne dass es einer langwierigen Vorbereitung der Proben benötigt.
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Nicht alle Proben eignen sich zur Bearbeitung mit der MALDI-TOF Massenspektrometrie. Bestimmte Fixative sowie Lagerungsmethoden können ein erfolgreiches Messen des Protein-Fingerabdrucks verhindern. Eine wichtige Aufgabe unseres Labors ist es daher zu ermitteln wie Proben behandelt werden müssen, damit eine erfolgreiche Identifikation auf Basis von Massenspektrometriedaten möglich ist. Dafür wurden bereits umfangreiche Untersuchungen an Meiofauna aus Sedimentproben durchgeführt.
Die Untersuchung von Proben, die mit verschiedenen Ethanolkonzentrationen fixiert sowie bei unterschiedlichen Bedingungen gelagert wurden, zeigte dabei einen starken Einfluss der Lagertemperatur auf die resultierende Qualität der Massenspektren. Ethanolfixierte Proben die bei niedrigen Temperaturen (- 25°C) gelagert wurden zeigten im Vergleich zu frischen Proben nur eine geringe Veränderung der Signalqualität. Eine Lagerung bei Raumtemperatur führte hingegen schon nach kurzer Zeit zu einer deutlichen Abnahme der Signalqualität. Die führte bereits nach wenigen Wochen dazu, dass sich Proben nicht mehr messen ließen.
Bisher werden alle in unserem Labor bearbeiteten Proben mit hochprozentigem Ethaonol fixiert. Weitere Untersuchungen werden zeigen, ob sich auch andere gängige Fixative für das Fixieren von Proben eignen, die für die MALDI-TOF Massenspektrometrie vorgesehen sind.
Pilotstudien an verschiedenen Arten
Da der Einsatz der MALDI-TOF Massenspektrometrie für die Identifikation von Tieren noch nicht weit verbreitet ist, muss für die meisten Tiergruppen noch ermittelt werden, ob sich diese Methode erfolgreich anwenden lässt. Dazu werden die Tiere zunächst morphologisch und molekulargenetisch zu identifiziert und es wird geprüft inwiefern sich ontogenetische oder andersartige Unterschiede auf die Identifikation mittels Massenspektrometrie auswirken. In unserem Labor werden hauptsächlich marine Organismen untersucht.
Wir konnten bereits zeigen, dass sich calanoide Copepoden der Nordsee leicht anhand eines Proteinfingerabdrucks unterscheiden lassen und sogar die Differenzierung von Larvenstadien möglich ist. Auch für die deutlich kleineren harpacticoiden Copepoden der Nordsee war die Bearbeitung mittels MALDI-TOF MS bereits erfolgreich. Darüber hinaus konnten auch größere Tierarten wie Cnidaria (Nesseltiere), deren morphologische Identifikation sehr schwierig ist, schnell und verlässlich identifiziert werden.
Durch vorangegangene Projekte am DZMB (MOLTAX Arbeitsgruppe) steht uns eine große Gewebedatenbank morphologisch und molekulargenetisch bestimmter Organismen der Nordsee zur Verfügung, deren Bearbeitung mit dem MALDI-TOF noch aussteht.
Methoden zur schnellen Biodiversitätserfassung
Wichtig für den zukünftigen Einsatz dieser Methode in ökologischen Arbeiten und der Biodiversitätserfassung ist das Vorhandensein entsprechender Analysetechniken. Dabei kommt es unter anderem darauf an, dass Organismen auf der Basis von Referenzdatenbanken identifiziert werden können. Wir arbeiten daran offen zugängliche Softwarelösungen für das Arbeiten mit Massenspektrometriedaten zu erstellen.
So konnten wir mittels Random Forest, einem Machine Learning Tool, bereits eine Lösung für Datenbankbasierte Identifikationen erarbeiten, die es ermöglicht nicht in der Referenzdatenbank vorhandene Arten zu erkennen, um so eine falsch positive Identifikation zu verhindern. Im Weiteren wird der Fokus darauf liegen, weitere Werkzeuge wie die automatische Ermittlung von Biodiversitätsindices zu erstellen um auch in Bereichen ohne Vergleichsdatenbanken ökologische Erfassungen zu ermöglichen.
Bereits durchgeführte Biodiversitätserfassungen
Neben der Methodenentwicklung und Pilotstudien haben wir bereits Biodiversitätserfassungen mittels MALDI-TOF MS durchgeführt. Hierbei wird der Protein-Fingerabdruck für eine große Anzahl Organismen gemessen um mit der darauf basierenden Artidentifikation Aussagen über die Lebensgemeinschaften dieser Tiere treffen zu können. In ersten Studien zeigte sich, dass die mit MALDI-TOF MS erfassten Lebensgemeinschaften hochgradig mit morphologisch bzw. molekulargenetisch erfassten Lebensgemeinschaften übereinstimmen. Dadurch konnte die Geschwindigkeit der Erfassung der untersuchten Tiere um ein vielfaches beschleunigt werden. So konnte z.B. bei spinocalaniden Copepoden aus der Tiefsee gezeigt werden, dass die vertikale Unterteilung von Habitaten eine große Rolle bei der reproduktiven Isolation und Koexistenz von kryptischen Arten spielt.
In zukünftigen Projekten soll die Methode zur Untersuchung der individuenreichen Meiofaunagemeinschaften der Nordsee genutzt werden. Auch die Meiofaunagesellschaften in der CCZ im Nordpazifik, einem Gebiet in dem es möglicher Tiefseebergbau an Manganknollen geben könnte, sollen mithilfe des Protein-Fingerabdrucks untersucht werden. Durch die Nutzung von MALDI-TOF MS werden wissenschaftliche Kapazitäten zur Erschließung neuer Arbeitsgebiete frei, die sonst durch die zeitaufwändige, morphologische Datenerfassung gebunden waren.
Abbildungsquellen
Abbildung Probenzustand.png: Rossel, S. & Martínez Arbizu, P. (2018). Effects of Sample Fixation on Specimen Identification in Biodiversity Assemblies based on Proteomic Data (MALDI-TOF). Frontiers in Marine Science, 5, 149.
Abbildung Pilotstudien.tif : Holst, S., Heins, A. & Laakmann, S. (2019). Morphological and molecular diagnostic species characters of Staurozoa (Cnidaria) collected on the coast of Helgoland (German Bight, North Sea). Marine Biodiversity. Retrieved from https://doi.org/10.1007/s12526-019-00943-1
Abbildungstext Abbildung Biodiversitätserfassungen.png: Kaiser, P., Bode, M., Cornils, A., Hagen, W., Arbizu, P.M., Auel, H. & Laakmann, S. (2018). High-resolution community analysis of deep-sea copepods using MALDI-TOF protein fingerprinting. Deep Sea Research Part I: Oceanographic Research Papers.
Die Dokumentation, Quantifizierung und Beschreibung morphologischer Merkmale von Arten bildet die unverzichtbare Grundlage für jede taxonomische, systematische und morphologische Forschung. Eine Vielzahl von bildgebenden Verfahren steht heute für die Untersuchung von marinen Protisten, Pflanzen und Tieren zur Verfügung.
Die konfokale Laserscanningmikroskopie (CLSM) ist ein ideales Werkzeug für die Untersuchung insbesondere von mikroskopischen Organismen aus marinen benthonischen und pelagischen Lebensräumen.
Das CLSM-Labor des Deutschen Zentrums für Marine Biodiversitätsfroschung (DZMB) wird derzeit häufig für die Untersuchung der äußeren Morphologie von Kleinkrebsen, sowie für die Rekonstruktion innerer Organsysteme von weichhäutigen Meiofauna-Taxa verwendet. Für diesen Zweck werden verschiedene histochemische und immun-histochemische Markierungsverfahren genutzt. Auch werden weitere Anwendungsbereiche und Präparationstechniken erschlossen und weiterentwickelt, wie beispielsweise die Verstärkung der kutikulären Autofluoreszens oder die Bildgebung und Untersuchung von mikro-bioerodierenden Organismen.
Das CLSM-Labor unserer Abteilung ist mit einem Leica® TCS SP5 System an einer DM5000B Mikroskopbasis ausgestattet. Sechs sichtbare Laser-Wellenlängen (458, 476, 488, 514, 561 und 633 nm), zwei Fluoreszenz-Detektoren und ein weiterer Detektor für den Durchlicht-Kanal stehen für unsere Experimente zur Verfügung. Die fluoreszierenden Objekte werden durch einen beugungsbegrenzt fokussierten Laserstrahl angeregt, der zeilenweise über die Probe gerastert wird. Die konfokale Anordnung zweier verstellbarer Blenden ermöglicht das Unterdrücken von Signalen, die nicht aus der Fokusebene stammen. Die schrittweise Änderung der Objekttischposition erlaubt schließlich die Erzeugung von dreidimensionalen Bildstapeln. Solche Datensätze können vielfältig verarbeitet werden, von der Erstellung tiefenscharfer Projektionsbilder bis hin zu dreidimensionalen Rekonstruktionen der äußeren Morphologie und inneren Anatomie der untersuchten Organismen, Quantifizierungen wie die Vermessung des Biovolumens von Organsystemen eingeschlossen.
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2. Riemann, O., Martínez Arbizu, P. & Kieneke, A. (2008): Organisation of body musculature in Encentrum mucronatum Wulfert, 1936, Dicranophorus forcipatus (O.F. Müller, 1786) and in the ground pattern of Ploima (Rotifera: Monogononta). Zoologischer Anzeiger 247: 133-145.
1. Kieneke, A., Martínez Arbizu, P. & Riemann, O. (2008): Body Musculature of Stylochaeta scirtetica Brunson, 1950 and Dasydytes (Setodytes) tongiorgii (Balsamo, 1982) (Gastrotricha: Dasydytidae): A Functional Approach. Zoologischer Anzeiger 247: 147-158.